Avances y desafíos en la inseminación artificial en alpacas (Vicugna pacos)

Alexandra Medrano

Alexandra Medrano

Ayrton Bautista

Ayrton Bautista

David Choque

David Choque

Renzo Chávez

Renzo Chávez

Revista Científica SCIENTIA, Vol 1. Julio 2020

scientiaunalm@gmail.com

Lima, Perú

Disponible Online en www.journalscientia.com/larevista

Artículo de revisión

Avances y desafíos en la inseminación artificial en alpacas (Vicugna pacos)

David Choque1, Renzo Chávez1, Ayrton Bautista1, Alexandra Medrano1

1Círculo de Investigación en Biotecnologías Reproductivas (BIOREP), Universidad Nacional Agraria La Molina.

Resumen: La inseminación artificial (IA) es una biotecnología reproductiva utilizada para incrementar el progreso genético de caracteres de interés productivo y reproductivo. Sin embargo, hasta el momento en alpacas no se ha llegado a difundir su aplicación debido a varios factores. Por lo tanto, el objetivo del presente artículo de revisión será exponer las recientes investigaciones relacionadas a la IA en alpaca (Vicugna pacos). Diversos autores han descrito problemas asociados a las características biológicas, químicas y físicas del semen de esta especie, por lo que hasta la actualidad aún no se ha logrado optimizar con éxito un programa integral de IA. Los avances en tecnologías reproductivas están permitiendo mejorar importantes aspectos seminales, tales como la utilización del sistema computarizado CASA para analizar características específicas de los espermatozoides, la optimización de métodos de colección seminal y la utilización de diversos crioprotectores para la criopreservación del semen.

Palabras clave: Alpaca, Vicugna pacos, colección seminal, caracterización seminal, dilutores seminales, inseminación artificial.

Introducción

La alpaca (Vicugna pacos), especie doméstica de gran importancia económica en los andes sudamericanos gracias a su alta calidad de fibra, tiene una reproducción errática, la cual es atribuida a características reproductivas muy limitadas en comparación a otras especies, tales como pobre calidad de semen y bajas tasas de fertilidad y preñez [1].

La inseminación artificial (IA) es una tecnología reproductiva ampliamente usada en la producción animal. En principio, consiste en la colección de semen del macho para ser luego depositado en la hembra. La aplicación correcta de este método facilita la reproducción y el manejo de los animales; en el caso de los camélidos sudamericanos tendría un alto impacto en la aplicación de programas de mejoramiento genético para potenciar sus características productivas [2].

En las últimas décadas se hicieron importantes avances enfocados en la aplicación de métodos de colección, caracterización y conservación del semen de alpaca. Sin embargo, aún no se ha establecido un protocolo concreto para obtener los mejores resultados. Asimismo se han presentado desafíos en el manejo del semen, como lo es la alta viscosidad del plasma seminal [3], características espermáticas [1] y búsqueda de un crioprotector adecuado para la criopreservación del semen [4].

En las últimas décadas se hicieron importantes avances enfocados en la aplicación de métodos de colección, caracterización y conservación del semen de alpaca. Sin embargo, aún no se ha establecido un protocolo concreto para obtener los mejores resultados. Asimismo se han presentado desafíos en el manejo

del semen, como lo es la alta viscosidad del plasma seminal [3], características espermáticas [1] y búsqueda de un crioprotector adecuado para la criopreservación del semen [4].

1. Colección de semen

Los métodos más comunes para la colección de semen en alpacas son la vagina artificial, la electroeyaculación y la aspiración vaginal (o post cópula) de una hembra después de la monta [5]. En casos especiales se puede realizar la recuperación de espermatozoides epididimarios [6] o del conducto deferente [7]. 

Para el primer método (vagina artificial) se utiliza un maniquí que simulará una hembra para que el macho pueda copular, donde el eyaculado será colectado en una vagina artificial [8]. Para ello, Alarcón [9] utiliza una vagina artificial similar a la usada en bovinos, la cual consta de un tubo de PVC de 20 cm de largo por 4 cm de diámetro, y es rellenada con aire y agua caliente para mantenerse entre 38 a 40 °C. Del mismo modo, Bravo [8] utilizó una vagina artificial pero le agregó un anillo de acero a 2.5 cm de zona craneal para simular el cérvix (Figura 1) con el fin de reducir el tiempo de demora de la colección.

Figura 1. Diagrama de la vagina artificial modificada utilizada para colectar semen de alpaca [8].

El segundo método (electroeyaculación) consiste en la introducción de una sonda en el recto, la cual aplica una serie de estímulos eléctricos al nervio pélvico, resultando en la eyaculación [10]. Dichos estímulos se incrementan de forma periódica, con intervalos de estimulación y descanso de 4 a 6 s, por ejemplo [10]. Debido a que las contracciones pueden ser extremas en algunos casos, se recomienda (o se obliga, en algunos países) el uso de anestésicos (inyección intravenosa de xilacina (0.2 mg/kg) y ketamina (1.5 mg/kg)) al momento de realizar este método [10].

El tercer método (aspiración vaginal) consiste inicialmente en la copulación normal de hembra y macho [9]. Posteriormente, se procede a retirar el semen de los cuernos uterinos con el apoyo de un espéculo y se coloca en un tubo graduado, manteniéndose a 37 °C [9]. Se obtiene un semen muy viscoso y color

crema, en algunos casos con restos de sangre u orina [9].

El cuarto método (espermatozoides epididimarios) suele realizarse post-mortem [6]. Consiste en la extracción del complejo testículo-epidídimo, seguido de un corte en la cola del epidídimo y extracción del líquido (los espermatozoides) [6]. Una variación de este método es la colección desde el conducto deferente, el cual se puede realizar con animales vivos. Para ello, se realiza una intervención quirúrgica en la cual se realiza un corte por encima del pene, ubicando y redirigiendo los conductos deferentes hacia la zona femoral [7]. Luego, se utiliza una fístula para recuperar los espermatozoides que se encuentran viajando por dicho conducto [7]. La ventaja de estos dos métodos es que se obtiene un semen blanquecino y líquido, debido a que no ha tenido contacto con el plasma seminal [7].

Tabla 1. Comparación de las características seminales del semen recién colectado bajo distintas técnicas de colección seminal

Cuando se compararon los métodos (Cuadro 1) de aspiración vaginal y vaginal artificial , se observó que el primero obtuvo mejores resultados en cuanto a volumen, motilidad, espermatozoides vivos y tiempo de colección [9]. El uso de vagina artificial mejoró la concentración espermática, pero no fue significativa [9]. La vagina modificada presenta algunas ventajas respecto a la vagina artificial sin modificar, sin embargo no es igual de eficiente como la aspiración [8]. Respecto a la electroeyaculación, se observan resultados bajos en cuanto a motilidad y espermatozoides vivos, por lo que su uso podría reservarse para fines investigativos [11]. Por último, los espermatozoides recolectados desde el conducto deferente mostraron una alta concentración, pero un bajo porcentaje de espermatozoides vivos. Entre las posibles razones se tiene la falta del plasma seminal, así como el proceso de manipulación del conducto [7].

Un punto importante es la frecuencia de la colección de semen. Al-Bulushi [12] encontró que el periodo más efectivo es realizar una colecta por semana, al compararla con dos colectas por semana (el cual reduce significativamente la cantidad y características del semen a la tercera semana). Adicionalmente, Bravo

[13] observó una reducción en las características seminales y un daño superficial en los espermatozoides a partir del tercer día de colección diaria.

2. Características seminales

Una de las herramientas más útiles en la determinación de la fertilidad de un macho es la evaluación de sus características seminales [8]. Al igual que en otras especies domésticas, en la alpaca se evalúan los parámetros clásicos como son el volumen del eyaculado (en mL), filancia, concentración espermática (en millones de espermatozoides/mL) y motilidad y anormalidad espermática (en porcentajes) [14]. En esta especie, los individuos machos se caracterizan por tener características seminales con muy alta variabilidad [14].

2.1 Viscosidad del plasma seminal

Una de las características del semen encontrado en los camélidos es su alta viscosidad, la cual es causada por secreciones de las glándulas bulbouretrales y la próstata [3]. Esta característica es necesaria para su reproducción natural, ya que la ovulación de la hembra ocurre en promedio 29.3 ± 0.7 h después de la inducción con plasma seminal [15], por lo que el plasma seminal viscoso actúa como un reservorio de espermatozoides durante este periodo [14]. La viscosidad es evaluada en tres grados: viscoso, semiviscoso y líquido [8].

Sin embargo, en la inseminación artificial, la viscosidad del semen resulta ser un obstáculo, pues no permite que el plasma seminal se mezcle adecuadamente con el dilutor [17]. En el caso de la congelación del semen de alpaca, el plasma seminal viscoso impide también que haya contacto entre los crioprotectores y la membrana espermática durante el congelamiento [17]. Con el fin de reducir la viscosidad se usan proteasas de cisteína, tales como la colagenasa y la tripsina [2]. Sin embargo, éstas tienen un efecto negativo en las características seminales, reduciendo su motilidad o dañando la membrana de los espermatozoides [17].

2.2 Color del semen

En especies domésticas, el color del semen es evaluado poco después de la colección pues esta característica está asociada tanto a características seminales como al tipo de alimentación del animal. Esta evaluación es subjetiva. En alpacas, el color se clasifica usualmente en tres categorías: Blanco opaco, blanco y blanco amarillento. De estos, el blanco opaco es la categoría de color más común (84.2%), seguida por blanco (10.5%) y blanco amarillento (5.3%) [1].

2.3. Volumen de eyaculado

El volumen de semen es medido en el tubo de colección donde se recibió el eyaculado. Los resultados de volumen obtenidos son muy variables, encontrándose entre 1 y 7 mL, con un promedio de 1.8 mL [1,14]. Se han observado efectos positivos del aumento de proteína en la dieta sobre el volumen de eyaculado. Sin embargo, los eyaculados de mayor volumen tienden a tener menor concentración espermática, resultando en similares cantidades de espermatozoides totales [14].

2.4 Concentración espermática

La concentración espermática representa el número de espermatozoides encontrados en 1 mL de eyaculado. Es medida clásicamente usando un hemocitómetro [1], y más recientemente se logró medir con ayuda de sistemas CASA (Análisis de Semen Asistido por Computadora) [16].

La concentración espermática es altamente variable entre individuos. En las primeras investigaciones se encontraron en promedio valores de 17.6 x 106 /mL hasta los 56.2 x 106/mL [3,9]. En estudios más recientes, usando animales de más de 3 años y con buena condición corporal, se encontró en promedio 84.9 x 106 /mL de espermatozoides, con un rango de 49.5 hasta 272 x 106 /mL de espermatozoides [17].

2.5. Motilidad espermática

Los espermatozoides requieren una alta motilidad para transportarse por el tracto reproductor femenino y llegar a fecundar

el ovocito fértil. Clásicamente, la motilidad fue medida de forma manual y subjetiva, pero ahora es posible usar sistemas CASA para facilitar la tarea y aumentar su precisión.

La alpaca tiene una baja motilidad espermática comparada a otras especies domésticas, observándose en promedio entre 35 y 50.9% de motilidad, de la cual solo el 3.3% es motilidad progresiva, es decir, el tipo de motilidad deseado para facilitar la fecundación [14,16]. La mayor parte de espermatozoides posee motilidad oscilatoria. Ésta es una de las mayores dificultades en la reproducción de la alpaca. Si bien existen pocos estudios del efecto de la dieta sobre la reproducción de la alpaca, el añadido de concentrados en la dieta parece tener un efecto negativo en la motilidad y concentración espermática [14].

2.6 Morfología y anormalidades espermáticas

El semen de alpaca suele tener altas cantidades de espermatozoides anormales, observándose en promedio alrededor de 25% [3], o en ocasiones llegando a alcanzar el 49% [1]. Los estudios realizados indican que los machos colectados tras periodos de reposo sexual superiores a los 45 días tienen mayor índice de anormalidades espermáticas. Además, la pieza intermedia del espermatozoide de alpaca parece ser especialmente frágil, hecho evidenciado por la alta cantidad de cabezas sueltas que se pueden observar al microscopio [1].

3. Componentes en plasma y conservación del semen

3.1 Análisis bioquímico del semen

El plasma seminal proviene especialmente del epidídimo y de las glándulas sexuales accesorias del macho, siendo una mezcla de secreciones [18] que contribuye en la maduración final del espermatozoide por intermedio de cambios hormonales, enzimáticos y modificación de la superficie de membrana espermática [19].

En un estudio realizado [20] se comparó el plasma seminal fresco y congelado de cuatro alpacas (Tabla 2) observando los valores bioquímicos. Se determinaron los niveles de glucosa, colesterol total, colesterol-HDL, triglicéridos, proteínas totales, albúmina, calcio, fosfatasa alcalina, ALT y γ-GT. Se observó una variación en los valores de los triglicéridos entre el semen fresco y congelado.

Tabla 2. Comparación bioquímica del plasma seminal fresco y descongelado de cuatro alpacas [20].

La información de camellos bactrianos y alpacas menciona que dentro de los componentes del semen de camélidos existe un elemento que induce a la ovulación, debido a que se observó que la presencia del plasma seminal en la vagina o el útero sin apareamiento o a través de inyección intramuscular, indujo a una ovulación [3].

Se le conoce como factor inductor de la ovulación (OIF) es el factor de crecimiento nervioso (NGF) que se encuentra en el plasma seminal [21]. La proteína madura β-NGF, fue encontrada en un alto porcentaje en el plasma seminal de la llama representando una secuencia única para la familia Camelidae, y permitió descubrir que el eyaculado tiene efectos sobre la regulación de la liberación de la gonadotropina y la función ovárica [21].

En los camélidos una de las limitantes más importantes en el desarrollo de la criopreservación del semen es el plasma seminal [17]. El plasma seminal contiene sustratos metabólicos que brindan un microambiente favorable para el transporte espermático, manteniendo su viabilidad [19,3]. A pesar de ello, no todos los componentes son beneficiosos para los espermatozoides, se conoce que algunos causan un efecto negativo que dificulta el

manejo de los espermatozoides (alta viscosidad), disminuye la actividad espermática, aumenta el deceso de los espermatozoides, rebaja la concentración de espermatozoides y dificulta la combinación de dilutores con los espermatozoides; siendo el más resaltante la alta viscosidad natural que presenta el plasma seminal [3].

3.2. Dilutores

Los dilutores están conformados por ingredientes que les otorgan beneficios como fuente de energía (glucosa, fructosa), protector del shock frío en el enfriamiento (lipoproteína de la yema de huevo, caseína de leche), congelación (glicerol) y antibióticos para evitar la transmisión de agentes patógenos [3]. La mayoría de estos dilutores se encuentran tamponados (ácido cítrico, TRIS) e incluyen elementos que nivelan los sistemas sistemáticos y contrarrestan los productos tóxicos que generan los espermatozoides [3].

La tabla 3 muestra los componentes de tres dilutores que fueron usados para la criopreservación de semen de alpaca [22]. Podemos observar la diferencia entre azúcares usados. El tercer dilutor usado fue uno comercial para cerdos.

 

Tabla 3. Componentes de los dilutores de semen usados para la conservación de semen en alpacas [22].

Cuando se aplica los crioprotectores, estos no logran mezclarse de manera uniforme a raíz de la viscosidad del semen, provocando que el contacto entre los crioprotectores y la membrana de los espermatozoides en el transcurso de la congelación no sea el idóneo [17]. En consecuencia, para elevar el éxito y el desarrollo de los protocolos es fundamental disminuir la viscosidad del plasma seminal sin dañar la función de los espermatozoides previo a la congelación [17].

3.3. Licuefacción del semen

El semen de los camélidos sudamericanos (alpacas, llamas y guanaco) es viscoso en el transcurso de 18-24 h subsiguiente a la eyaculación [17]. La aplicación del semen “no licuado” en alpacas y llamas no tiene éxito, se dispone de una baja motilidad espermática adquirida posteriormente a la descongelación [3]. En el caso de los camellos dromedario y bactriano, se licúa en cierta medida entre 20 a 30 minutos después de la eyaculación, este proceso favorece a que se mezcle el diluyente con el semen [17].

El beneficio de conservar semen de manera líquida a cambio de congelada implica la necesidad de un número reducido de espermatozoides por dosis de IA y también en el aspecto económico es más rentable almacenarlo y su manejo en el campo es sumamente sencillo [3]. El buen funcionamiento del almacenamiento del semen en estado líquido está sujeto al descenso de muerte y la deterioración de los espermatozoides dentro de la etapa de almacenamiento, con el fin de asegurar preñez llevando a cabo la IA después de 1 a 3 días posterior a la colección de semen [3]. La vida útil del semen líquido es el principal desafío, en vista de que dispone de una vida útil limitada con referencia al semen congelado [3].

Se plantearon el uso de enzimas para atenuar la viscosidad del semen en camélidos, dando pie a numerosos trabajos, no solo con enzimas, también por agitación mecánica para facilitar un manejo y dilución del semen [3]. La razón de esta viscosidad en el plasma seminal no se ha identificado [17]. Al inicio observaron que los encargados de la viscosidad son los glicosaminoglicanos (GAG) debido a su abundancia en el plasma seminal, a pesar de esto la degradación de GAG no elimina por completo la viscosidad del semen [17].

Por otro lado, la viscosidad se reduce con el uso de proteasas genéricas (papaína, proteinasa K, tripsina, fibrinolisina y colagenasa) [23], lo que demuestra que las GAG no son la razón principal de la viscosidad [17]. Algunas de estas proteasas afectan de manera negativa en la función e integridad de los espermatozoides, como la tripsina, fibrinolisina, proteinasa K y colagenasa [3]. En la papaya (Carica papaya) se encuentra la papaína, una enzima cisteína proteasa cuya aplicación permitió observar una reducción en la viscosidad sin afectar la motilidad, viabilidad, integridad del ADN o la integridad del acrosoma de los espermatozoides a una concentración de 0.1 mg/mL 1 [17].

Para la extracción del plasma seminal se centrifuga entre 100 a 1000 g por 5 a 30 minutos, los beneficios que observamos después de la centrifugación son aumentar el número de espermatozoides e incrementa la concentración [3]. En la centrifugación identificamos aspectos negativos que incluyen: dificultad para extraer el plasma seminal del sedimento de esperma, sin tomar en cuenta la temperatura; un buen manejo mejora la supervivencia, en el proceso de centrifugación no refrigerada; si existe daño a la estructura celular no se le atribuye a la centrifugación y conserva una

mejor actividad y el porcentaje de vida el semen no centrifugado en comparación del semen centrifugado [3].

3.4 Conservación del semen

Los aspectos positivos que obtenemos al crioperservar semen de alpaca son el largo tiempo de almacenamiento y su elevada flexibilidad de uso [24]. No obstante, cuando comparamos la congelación lenta y refrigeración, las dosis para la primera implican el uso de un mayor número de espermatozoides a causa de una baja fertilidad posterior a la congelación y su elevado costo a comparación del semen refrigerado [24]. Por lo general, la mitad de los espermatozoides no sobreviven a la congelación lenta y los que lo logran presentan una menor funcionalidad [24].

La etapa de enfriamiento se realiza de forma cuidadosa de 15 – 25 °C previo a la congelación [25] debido a que los cambios de temperatura provocan tensiones en las membranas celulares; compuesta por una matriz de fosfolípidos, proteínas y esteroles que se ven afectados por los cambios de temperatura [26]. En la temperatura de 17 a 36 °C existe la posibilidad de padecer transiciones de fase lipídica [24].

Existen dos tipos de lesiones que podemos observar en el congelamiento que afectan a las células; el primero es consecuencia de congelar rápidamente, la formación de cristales de hielo intracelulares que son capaces de alterar la arquitectura intracelular y la otra se debe a una lenta congelación que genera lesiones por la interacción agua-soluto que ocurre en el hielo [24]. Por consiguiente, los espermatozoides se congelan a 15-60°C por minuto debido a que se piensa que se obtiene una mejor tasa de supervivencia [24].

Los crioprotectores se pueden dividir en dos, los intracelulares que atraviesan el citoplasma de la célula (por ejemplo: glicerol, etilenglicol, DMSO y el metanol) cuando el punto de congelación disminuye estos compuestos compensan los efectos de la hiperosmolaridad; y los extracelulares, los cuales no pueden atravesar las células y contienen azúcares( por ejemplo, rafinosa y lactosa), polímeros (p. ej., polivinilpirrolidona) y compuestos anfipáticos (p. ej., glicina, betaína, glutamina y prolina) y se le puede agregar glicerol para alcanzar un mayor efecto [27, 24].

Desde 1949 el glicerol y la yema de huevo es utilizado como crioprotector extracelular para proteger a los espermatozoides del shock térmico [28]. También se ha reportado como beneficioso el uso de un tampón (por ejemplo: Citrato de sodio, tris o tampones zwitteriónicos) debido a que algunos compuestos del dilutor puede influir en el pH de la solución [26].

4. Inseminación artificial con semen fresco, refrigerado y congelado.

La IA con semen congelado es una de las tecnologías reproductivas más importantes con respecto a la producción de animales de granja [29], la criopreservación de semen es usado en programas de mejora de las crías del ganado, porque permite que la genética masculina superior se distribuya muy fácilmente, lo que permitirá una mayor tasa de ganancia genética para los rangos deseables [30]. Pero en las alpacas ha surgido dificultades debido a que como se menciona anteriormente en este documento, el semen de la alpaca tiene una baja concentración y muy poca movilidad, sin mencionar que el plasma seminal es viscoso, todo esto dificulta la dilución y procesamiento [9]. El hecho de que el plasma seminal de la alpaca sea

viscoso hace que los distintos crioprotectores, como la yema de huevo y el glicerol entren en contacto con la membrana plasmática de los espermatozoides [30].

La inseminación con semen fresco no se ha aplicado ampliamente a los camélidos, debido a las dificultades que ésta acarrea para desarrollar protocolos adecuados para la dilución y conservación del semen [31].La IA con semen fresco en un trabajo logró 50.5% de preñez y 46% de natalidad [32].

4.1 Inseminación con semen fresco

El primer intento de IA en llamas y alpacas con semen fresco se realizó en el año 1968, involucró a 42 hembras inseminadas con semen fresco sin diluir obtenido de dos vicuñas y cuatro paco-vicuñas[33].En este estudio el semen se obtuvo por electroeyaculación; antes de la inseminación, las hembras se aparearon con machos vasectomizados para inducir la ovulación. Sólo 1 de 42 hembras inseminadas artificialmente dio a luz [33].

Otro estudio realizado por Stuart y Vaughan [30] logró preñez con espermatozoides frescos tratados con papaína, usando dosis altas de esperma 50 x 106 espermatozoides móviles. Más recientemente, la tasa de preñez de alpacas hembra inseminadas con semen fresco obtenido por vagina artificial y luego depositada en los cuernos uterinos por vía transcervical o por laparoscopia fue de 73% [29]. Los estudios de IA en alpacas con semen fresco exitosos son pocos, usando semen fresco completo y semen fresco diluido han dado como resultado tasas de preñez de entre 39 y 68%, cuando se usó inseminación transcervical [29].

4.2 Inseminación con semen congelado

La criopreservación de semen en alpacas y demás camélidos aún sigue siendo objeto de estudio, debido a las características únicas del semen de estas especies [30].

Existen métodos para mejorar la criopreservación, Santiani y Huanca [31] evaluaron 2 dilutores y 2 agentes crioprotectores para la criopreservación de semen de alpaca, el dilutor 1 contenía TRIS, citrato , yema de huevo y glucosa, y el dilutor 2 contenía leche descremada, yema de huevo y fructosa, y ambos dilutores contenían glicerol y etilenglicol como crioprotectores. La conclusión de esta evaluación fue que el dilutor 2 a base de leche descremada y yema de huevo que contenían etilenglicol o glicerol para poder descongelar el semen de alpaca, promueven la supervivencia de muchos más espermatozoides con acrosomas intactos que los otros dilutores [31].

La inseminación con semen congelado o refrigerado en camélidos sudamericanos presenta resultados muy variables, los informes son muy limitado. Ha sido reportado que el eyaculado de dos llamas y 3 alpacas por vagina artificial se licuaron con colagenasa (1 mg/mL) y se diluyeron primero con una mezcla de citrato de sodio (2.9%) y yema de huevo (10%), y al final con 7% de glicerol añadido a 15°C. Los resultados arrojaron que la motilidad de los espermatozoides era de 80% y 60% antes de la congelación, luego de realizada la dilución final y el enfriamiento los resultados fueron 30% y 40% respectivamente [29].

En otro estudio García y Alarcón[32] mencionan que las posibles causas de la variabilidad podrían estar en la utilización de yema de huevo fresco como parte del

diluyente en la conservación del semen, por las propiedades para estabilizar la membrana del espermatozoide. En este estudio se utiliza el método de colección por post cópula. Se realizaron todos los procedimientos de almacenamiento y se analizaron todas las variables de la calidad del semen, se seleccionaron 180 alpacas hembra, las cuales fueron inseminadas 26-30h luego de la inducción de la ovulación. Los resultados arrojaron que habiendo utilizado una temperatura entre 5°C y 35°C los que tuvieron mayor porcentaje de preñez fueron los que estuvieron cerca de 35°C [32].

El uso de la IA con semen congelado en alpacas tiene una alta predisposición, pero se requieren estudios para desarrollar protocolos efectivos para congelar semen que preserven la viabilidad post-descongelamiento y tasas de preñez satisfactorias [29].

Conclusiones y recomendaciones

Las investigaciones de los últimos años en IA han permitido el aceleramiento de procesos de mejoramiento en especies como bovinos, ovinos y caprinos. Sin embargo, esto no se ha visto reflejado en los camélidos debido a las limitaciones propias de la especie (baja concentración, baja motilidad, viscosidad seminal, baja preñez). Es por ello que se sugiere realizar ajustes en el protocolo (desde la colección hasta la inseminación propiamente dicha) con el fin de hacer de esta una actividad comercialmente viable, y continuar investigando en los factores que afectan los parámetros reproductivos de la alpaca.

Agradecimientos

Los autores agradecemos a MgSc. Camilo Mamani, MgSc. Deysi Dipaz y M.V. Juan Carlos Villanueva por su contribución en este trabajo.

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